Dicas para uma coleta de qualidade

A padronização da coleta por parte do médico veterinário através de um manual que contenha todos os passos a serem seguidos é uma forma de garantir a qualidade do resultado dos exames. A confiabilidade dos testes laboratoriais realizados e a interpretação dos resultados dependem, primariamente, da qualidade da amostra recebida. Para cada exame há uma forma correta de coleta, conservação e envio.

Alguns fatores podem interferir no resultado da análise clínica laboratorial, como:
  • Coleta inadequada
  • Tempo prolongado entre a coleta e a realização do exame
  • Stress do animal
  • Volume inadequado
  • Conservantes (físico e químicos) inadequados
  • Medicação que o animal recebeu
  • Contaminação da amostra
  • Alimentação do animal antes da colheita, provocando lipemia
  • Garroteamento prolongado, provocando hemólise
  • Temperatura inadequada de armazenamento da amostra

A lipemia é observada visualmente por sua coloração esbranquiçada, enquanto que a hemólise por sua coloração avermelhada. A hemólise causa no plasma um aumento dos constituintes que estão contidos dentro da hemácia (ex. AST) ou diminui os elementos presentes no soro (ex. colesterol). A lipemia pós-prandial pode ser eliminada pelo jejum do animal (12 horas) antes de se colher a amostra. É necessário evitar a lipemia e a hemólise do material, pois ambos podem interferir nos resultados do exame.

Identificação do Material

A identificação do material a ser enviado ao laboratório é um passo muito importante para o bom andamento da rotina laboratorial. Os frascos devem estar rotulados com a correta identificação do paciente. Preencher sempre a requisição de exames fornecida pelo laboratório e nesta, deve constar o máximo de informações possíveis para facilitar a correta interpretação do resultado do exame.

Dados essenciais
  • História clínica
  • Espécie
  • Raça
  • Nome do paciente ou número de prontuário
  • Sexo
  • Idade
  • Duração da doença
  • Suspeita clínica
  • Tratamento utilizado
  • Exames solicitados

A requisição deve ir protegida por plástico do restante do material (utilize nossos saco-coletas tipo canguru). Dessa forma, evitaremos derrames, borrões, desaparecimento da escrita e dos informes. Estes procedimentos facilitarão nosso entendimento agilizando assim a entrega dos laudos.

Instruções de coleta

Hematologia

Colher por punção intravenosa de 2 a 4 mL de sangue (verifique atentamente a graduação do tubo utilizado), retirar a agulha e transferir o volume para um tubo com EDTA (tampa roxa). Homogeneizar delicadamente por 30 segundos. Deve-se manter a amostra sob refrigeração e encaminha-la para a análise por no máximo 36h, afim de evitar a degradação do material, pois pode levar a alteração da morfologia celular, destruição das hemácias e consumo de plaquetas in vitro.
*Para a hematologia de aves, répteis e peixes, indica-se a utilização de tubo com Heparina.

Sangue sem anticoagulantes

Colher por punção intravenosa de 2 a 4 mL de sangue, retirar a agulha e transferir o volume para um tubo com ativador de coágulo ou tubo seco (tampa vermelha ou amarela). O soro é a porção do sangue após a separação do coágulo. É indicado para exames bioquímicos, sorológicos e hormonais. Depois de colhido, o material deve ser mantido em geladeira até sua manipulação (2º – 8ºC), por no máximo 24h. Caso a amostra não seja enviada ao laboratório nesse período, deve-se centrifugar a amostra e separar o soro do coágulo transferindo para um tubo seco ou eppendorf e congelando-o.
*Para dosagem de glicose e ácido lático, deve-se utilizar o tubo com Fluoreto (tampa cinza)

Líquidos cavitários

Indica-se a coleta e envio do material em 2 tubos, com anticoagulante e sem anticoagulante. A amostra deve ser mantida refrigerada e encaminhada para a análise em no máximo 36h para evitar a degradação do material e alterações nos valores bioquímicos do líquido.

Urinálise

Deve-se identificar na solicitação do exame por qual método a urina foi colhida (cistocentese, micção espontânea, sondagem). É importante após o procedimento de colheita armazenar em um recipiente apropriado (frasco coletor universal estéril ou mantidos na seringa) e manter refrigerado por no máximo 12h de 2° a 8°C.

Líquor

A amostra deve ser colhida em 3 tubos limpos e identificadas com a numeração 1º, 2º e 3º. Verificar atentamente o tubo utilizado, pois o mesmo não deve possuir ativador de coágulo ou gel separador. Amostras muito contaminadas devem ser colhidas em tubo com EDTA.

Coproparasitológico

As amostras de fezes devem ser colhidas a fresco em frascos coletores universais e não devem ser expostas ao sol. Manter a amostra sob refrigeração até o envio ao laboratório. É interessante coletar 3 amostras de fezes de cada animal, colhidas em dias alternados, pois os parasitos são eliminados de forma intermitente nas fezes.

Bacterioscopia e cultura bacteriana

O exame bacteriológico pode ser realizado nos mais diversos materiais. Deve-se colher a amostra diretamente da lesão.

– Lesões profundas: realizar rigorosa antissepsia da região externa e puncionar com seringa e agulha.
– Fístulas e abscessos abertos: realizar rigorosa antissepsia da região externa e espremer o material da profundidade, colhendo a secreção com “swab” ou seringa.
– Ouvidos, Vagina: realizar rigorosa antissepsia da região externa e colher com “swab”.
– Urina: Deve ser coletada por cistocentese para evitar contaminação da amostra. Pode ser mantida na seringa sob refrigeração e deverá ser enviada em no máximo 12h para a análise pois o pH da urina pode inviabilizar o crescimento bacteriano in vitro.

Cultura fúngica

As amostras devem ser coletadas assepticamente, acondicionadas em coletores universais estéreis e mantidas a temperatura ambiente. Em caso de uso de antifúngicos tópicos, deve-se aguardar 15 dias para realizar a coleta e em tratamentos via oral, deve-se aguardar 30 dias. O animal deve estar sem banho por pelo menos 7 dias.
Amostras de pêlos devem ser coletadas da borda da lesão por avulsão para amostragem da raiz do folículo piloso. Em casos de suspeitas de rinites, uveítes e osteomielites fúngicas, as amostras mais indicadas para a realização do cultivo são os fragmentos de biópsias. O material deve ser encaminhado em tubo seco com um pouco de solução fisiológica para evitar o ressecamento do material.

Histopatologia

Para a histopatologia convencional o fixador universal utilizado é a solução aquosa de formalina, formol a 10% (1 parte de formol para 9 partes de água). Deve-se utilizar o volume do fixador no mínimo 3 vezes maior que o volume da peça a ser fixada. Fragmentos grandes devem, pelo menos, serem cortados em fatias para a entrada do formol.
Nunca amasse, esmague ou comprima os fragmentos biopsiados. Use sempre um frasco de boca larga ou saco plástico para o acondicionamento de seu material e lembre-se de ter sempre formol à mão (verifique seu estoque antes de começar uma cirurgia).
Para o envio, deve-se assegurar que o material não esteja vazando. Para maior segurança recomenda-se acondicionar os frascos em saco plástico bem vedado. Podese manter o material em fixador (formol 10%) por 24 – 48horas e após este período o material pode ser enviado em uma embalagem plástica contendo gaze embebida em formol 10%. Desta maneira diminuem os riscos de vazamento de formol e também reduz o custo de envio via correio e transportadora, pois a embalagem fica mais leve.

Citologia

Aspirar material representativo (nódulos, linfonodos, punção guiada por U.S.) com seringa de 10 ou 20 mL e agulha 25 x 0,8 mm para fornecer a pressão negativa adequada e realizar movimentos em leque (vai e vem) para uma melhor amostragem do material. Após a aspiração, remova a agulha, encha a seringa de ar e espirre o conteúdo em uma lâmina e deslize sobre outra, sem comprimir/pressionar para não ocorrer artefatos de esmagamento. Não realizar esfregaços muito espessos. Fixar as lâminas ao ar ou em álcool 70% por 10 minutos. Não necessita refrigeração. Enviar acondicionadas em frasco porta-lâminas com histórico detalhado, técnica de colheita e de fixação.